ПРИКАЗ Минздрава РФ от 21.03.2003 N 109 "О СОВЕРШЕНСТВОВАНИИ ПРОТИВОТУБЕРКУЛЕЗНЫХ МЕРОПРИЯТИЙ В РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ"
III. МИКРОСКОПИЧЕСКИЕ ИССЛЕДОВАНИЯ ДЛЯ ВЫЯВЛЕНИЯ КИСЛОТОУСТОЙЧИВЫХ МИКОБАКТЕРИЙ
Присутствие кислотоустойчивых микобактерий в клиническом материале может быть установлено при микроскопическом и/или культуральном исследовании. Однако необходимо иметь в виду, что микроскопическое исследование не позволяет дифференцировать микобактерии комплекса Mycobacterium tuberculosis (возбудителей туберкулеза) от нетуберкулезных ("атипичных") микобактерий - возбудителей микобактериозов.
НА ОСНОВАНИИ МИКРОСКОПИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ ВОЗМОЖНО СДЕЛАТЬ ЗАКЛЮЧЕНИЕ ТОЛЬКО О НАЛИЧИИ ИЛИ ОТСУТСТВИИ В ПРЕПАРАТЕ КИСЛОУСТОЙЧИВЫХ МИКОБАКТЕРИЙ.
Это объясняется тем, что в природе существует большое число нетуберкулезных кислотоустойчивых микобактерий, вызывающих микобактериозы, а также кислотоустойчивых сапрофитов, не вызывающих заболевания человека. Микроскопически они неотличимы от Mycobacterium tuberculosis.
Несмотря на указанные недостатки, бактериоскопия остается одним из основных методов микробиологических исследований. Ее преимущество заключается в быстроте получения результата и относительной простоте исследования. Метод позволяет в короткие сроки (от одного часа) обнаружить наиболее эпидемически опасных больных туберкулезом и микобактериозами, выделяющих большие количества микобактерий, и остается актуальным микробиологическим методом при выявлении больных туберкулезом и микобактериозами на первичных этапах обследования больных, а также при динамическом наблюдении за состоянием микобактериальной популяции в процессе лечения. Кроме того, микроскопическое подтверждение тинкториальных свойств культуры остается обязательным исследованием при ее диагностике.
3.1. Подготовка материала для микроскопического исследования на кислотоустойчивые микобактерииЧтобы обнаружить микобактерии туберкулеза методами микроскопии, в 1 мл исследуемого материала должно содержаться не менее 10000 микробных клеток. В мокроте больных с туберкулезом органов дыхания (особенно при наличии у них полостей распада легочной ткани) обычно содержится значительное количество кислотоустойчивых бактерий, что позволяет выявить их при микроскопическом исследовании. Однако бактериовыделение не является регулярным процессом, и это требует определенной тактики сбора материала. Чувствительность этого метода можно повысить, если ввести кратность обследования пациента. Установлено, что при последовательных исследованиях результативность микроскопической диагностики туберкулеза органов дыхания повышается следующим образом: при однократном исследовании - 80 - 83%, двукратном - на 10 - 14% больше и при исследовании трех проб мокроты - еще на 5 - 8% больше. Таким образом, при подозрении на туберкулез органов дыхания рекомендуется исследовать не менее трех проб мокроты.
ОТРИЦАТЕЛЬНЫЙ РЕЗУЛЬТАТ МИКРОСКОПИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ НЕ ИСКЛЮЧАЕТ ДИАГНОЗ ТУБЕРКУЛЕЗА, ТАК КАК В МОКРОТЕ ПАЦИЕНТА МОЖЕТ СОДЕРЖАТЬСЯ МЕНЬШЕ МИКОБАКТЕРИЙ, ЧЕМ МОЖЕТ ВЫЯВИТЬ МИКРОСКОПИЧЕСКОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ.
Эффективность бактериоскопии существенно возрастает, если контролируется качество собираемого материала. Нарушение технологий подготовки мазков может быть причиной отрицательного результата микроскопического исследования.
3.2. Приготовление мазков для микроскопических исследованийПеред началом работы оборудование, реактивы и материалы необходимо разместить так, чтобы было удобно работать и в дальнейшем стараться соблюдать этот привычный порядок.
Все манипуляции по приготовлению мазков из диагностического материала должны быть стандартизованными, а для максимальной безопасности все материалы и реагенты всегда должны находиться на одних и тех же постоянных местах и располагаться в одном и том же порядке.
Для приготовления мазков необходимы:
- флаконы с поступившим в лабораторию исследуемым материалом;
- деревянные палочки (аппликаторы) или бактериологические петли диаметром 3 мм для забора сгустков мокроты и распределения их на стекле;
- одноразовые предметные стекла (обезжиренные, без царапин и сколов), ГОСТ 9284-75;
- не смываемый при окраске маркировочный карандаш для нанесения идентификационного номера на стекло (алмазный карандаш);
- пинцет или щипцы для взятия предметных стекол с мазками;
- емкость (колба, эксикатор, стеклянная банка и т.д.) с отмытым речным песком, залитым техническим спиртом (70°), для очистки бактериологической петли от остатков материала перед очередной стерилизацией ее в пламени горелки;
- спиртовка или газовая горелка Бунзена для прокаливания петли;
- одноразовые или стерильные стеклянные чашки Петри для отбора гнойных комочков материала;
- стерильные мерные пипетки на 10 мл и 5 мл для переноса мокроты в чашки Петри;
- лотки (подносы), выстланные фильтровальной бумагой, для просушивания приготовленных мазков;
- контейнеры для сбора и последующего автоклавирования инфицированного материала и загрязненной посуды;
- емкость с дезинфицирующим раствором для обработки поверхности стола или других объектов по окончании работы и при случайном попадании на них диагностического материала;
- ватные шарики для обработки загрязненных поверхностей дезинфицирующим раствором.
3.3. Методы окраски диагностических мазковМетод окраски по Ziehl-Neelsen является наиболее распространенным методом для выявления кислотоустойчивых микобактерий. Он основан на использовании нескольких специальных методических приемов:
- окраска фуксином (с подогреванием) - при одновременном воздействии нагревания и сильного протравливающего действия карболовой кислоты повышается способность красителя проникать в микробную клетку и особенно в структуры ее клеточной стенки, состоящей из липидов, миколовых кислот и восков. Обычные анилиновые красители не проникают в клеточную стенку микобактерий, и последние не окрашиваются;
- обесцвечивание (3 мин.) - последующая обработка мазка 25% раствором серной кислоты или 3% раствором солянокислого спирта приводит к обесцвечиванию красителя, проникшего в структуры, не обладающие достаточной гидрофобностью и стойкостью к разрушению в кислоте (кислотоустойчивостью). Только кислото- и спиртоустойчивые микроорганизмы стойко удерживают краситель и остаются после обесцвечивания окрашенными в малиново-красный цвет;
- контрастирующая окраска (1 мин.) - обесцвеченные элементы мазка докрашивают метиленовым синим для придания контрастности препарату.
3.3.1.1. Оборудование и реактивы для окраски по методу Ziehl-Neelsen
Для окраски мазков по методу Ziehl-Neelsen необходимы:
- раковина или специальный вместительный лоток для проведения окраски;
- специальный штатив ("рельсы") для окраски мазков на предметных стеклах;
- пинцет или щипцы для взятия предметных стекол с мазками;
- газовая или спиртовая горелка для фиксации препарата (если мазки не фиксированы в сушильном шкафу) и подогревания его при окрашивании карболовым фуксином; или
- металлический стержень с ватным тампоном, который используется вместо горелки для подогревания препарата при окрашивании карболовым фуксином;
- фильтровальная бумага размером ~ 4 x 1,5 см для окраски мазков карболовым фуксином;
- раствор карболового фуксина;
- 25% раствор серной кислоты или
- 3% раствор солянокислого спирта;
- дистиллированная вода для промывания мазков;
- 0,3% раствор хлорида метиленового синего;
- штатив для просушивания окрашенных стекол на воздухе в вертикальном или наклонном положении.
Реактивы:
- спирт этиловый 96° марки ОП-2, ТУ 6-09-4512-77;
- кислота соляная концентрированная, ГОСТ 3118-77;
- кислота серная концентрированная, ГОСТ 4204-77;
- фенол кристаллический, ГОСТ 6417-72;
- фуксин основной, ТУ 6-09-3804-82;
- метиленовый синий хлорид, ТУ 6-09-945-75;
- глицерин, ЧДА, ГОСТ 6259-75;
- вода дистиллированная, ГОСТ 6709-72.
Раствор 1. Насыщенный спиртовой раствор фуксина:
- растереть в ступке 0,3 г основного фуксина с 2 - 3 каплями глицерина, добавить по каплям 10 мл 96° этилового спирта.
Раствор 2. Рабочий раствор фенола (5% водный раствор):
- расплавить 5 г кристаллического фенола путем легкого подогревания на водяной бане (температура плавления фенола - 41 °C). Добавить слегка подогретую дистиллированную воду до объема 100 мл.
Раствор 3. Рабочий раствор карболового фуксина:
- в 90 мл раствора 2 добавить 10 мл раствора 1.
Раствор 4. Обесцвечивающие растворы:
а) Раствор серной кислоты
К 75 мл дистиллированной воды осторожно долить 25 мл концентрированной серной кислоты, постепенно наслаивая ее по стенкам сосуда. Смешать. Содержимое нагреется.
НИКОГДА НЕ ДОБАВЛЯЙТЕ ВОДУ В КИСЛОТУ!
б) Раствор солянокислого спирта
Вместо раствора серной кислоты для обесцвечивания можно использовать 3% солянокислый спирт:
К 97 мл спирта осторожно добавить 3 мл концентрированной соляной кислоты.
ВСЕГДА ОСТОРОЖНО ВЛИВАЙТЕ КИСЛОТУ В СПИРТ, НО НЕ НАОБОРОТ!
Раствор 5. Рабочий раствор метиленового синего:
- растворить 0,3 г хлорида метиленового синего в 100 мл дистиллированной воды.
Хранение растворов. Вес приготовленные растворы должны быть профильтрованы через бумажный фильтр и помещены в герметически закрытые емкости из темного стекла. На каждой емкости должна быть надпись с названием содержащегося в ней раствора, датой его приготовления, сроком годности и указанием фамилии специалиста, готовившего раствор. Растворы хранят при комнатной температуре в темном месте.
Рабочий раствор карболового фуксина может храниться не более 2-х недель, так как после этого срока фуксин начинает выпадать в осадок, что изменяет заданные свойства раствора.
Другие рабочие растворы значительно более стойки при хранении. Однако рекомендуется готовить их одновременно с раствором карболового фуксина, т.е. через каждые 2 недели. Это позволит быть уверенным в качестве используемых красителей.
- убедитесь, что подготовленные мазки фиксированы и промаркированы;
- препараты помещают на подставку ("рельсы") так, чтобы они не касались друг друга, и расстояние между ними составляло порядка 1 см, а маркировка (номер) была направлена в одну сторону. Максимально на стандартные "рельсы" помещают не более 12 стекол;
- на каждое стекло накладывают полоску фильтровальной бумаги так, чтобы она полностью закрывала мазок. Это делают для того, чтобы краска не разливалась по стеклу. Одновременно за счет использования фильтровальной бумаги предотвращается осаждение на мазок кристаллов краски, которые при микроскопическом исследовании могут быть ошибочно приняты за кислотоустойчивые микобактерии;
- наливают на бумагу раствор карболового фуксина с избытком и нагревают препарат над пламенем горелки до легкого появления паров. При подогревании препарата следят за тем, чтобы краска не закипела, а фильтровальная бумага не высыхала. Подогретый мазок оставляют на 5 минут, чтобы краситель проник в клеточную стенку микобактерий и окрасил ее;
- пинцетом снимают и удаляют фильтровальную бумагу;
- осторожно (!) смывают остатки краски слабой струей дистиллированной воды до тех пор, пока не прекратится видимое отхождение краски. При промывании мазков следует использовать холодную воду или воду комнатной температуры;
- перед тем как нанести на стекло следующий раствор, щипцами или пинцетом берут каждое стекло за маркированный конец и наклоняют, чтобы с него стекла вода; это предотвращает разбавление следующего реактива;
- мазок обесцвечивают 3 минуты одним из обесцвечивающих растворов, полностью покрывая всю поверхность мазка;
- мазок тщательно промывают дистиллированной водой и докрашивают в течение до 1 минуты (не превышать экспозицию!) 0,3% раствором метиленового синего;
- вновь аккуратно промывают проточной водой, наклоняя каждое стекло, чтобы стекала вода;
- высушивают на открытом воздухе при комнатной температуре в вертикальном или наклонном положении.
НЕ СЛЕДУЕТ ПРОМОКАТЬ ПРЕПАРАТ!
В результате микобактерии туберкулеза окрашиваются в малиново-красный цвет, а другие микроорганизмы и клеточные элементы - в голубой.
При использовании 0,3% раствора метиленового синего для окраски фона препарата (контрастирующая окраска) следует иметь в виду, что при толстом мазке или превышении времени окраски этот краситель может как бы "скрыть" кислотоустойчивые микобактерии.
Если в процессе окраски произошло загрязнение краской нижней свободной от мазка поверхности предметного стекла, перед микроскопией следует аккуратно протереть ее тампоном, смоченным солянокислым спиртом.
Препарат исследуют с масляной иммерсией в световом микроскопе.
3.4. Техника микроскопического исследования препаратаДля проведения микроскопического исследования при окраске по методу Ziehl-Neelsen необходимы:
- бинокулярный микроскоп;
- иммерсионное масло;
- капельница для нанесения масла на препарат;
- штатив с окрашенными и высушенными мазками, которые должны быть расположены в порядке номеров регистрации;
- емкость с ксилолом, спирто-эфирной смесью или 70° спиртом;
- фильтровальная бумага для удаления иммерсионного масла с поверхности просмотренного препарата;
- коробки для хранения просмотренных мазков;
- мягкая хлопчатобумажная ткань, бумажные салфетки или марлевые тампоны для протирания линз микроскопа;
- бумага и ручка для записи результатов микроскопического исследования;
- емкость с дезинфицирующим средством.
Для исследования мазков, окрашенных по Ziehl-Neelsen, используют световой бинокулярный микроскоп с иммерсионным объективом 90x или 100x и окулярами 7x или 10x.
3.5. Причины ошибок при микроскопических исследованияхОни могут быть обусловлены следующими причинами:
- плохая обработка многоразовых флаконов для сбора материала, в которых могут оставаться микобактерии;
- повторное использование предметных стекол после положительного предыдущего мазка;
- использование для приготовления мазка загрязненных бациллярным материалом бактериологических петель, пипеток или деревянных палочек;
- применение предметных стекол с царапинами и другими дефектами, в результате чего появляются артефакты, иногда ошибочно принимаемые за микобактерии; красная краска может иногда задерживаться на царапинах и создавать ошибочное представление о том, что видно кислотоустойчивую микобактерию. Такие царапины нередко образуют параллельные ряды. Обычно они более грубые и больше по размерам, чем микобактерии. Их несложно определить, так как они находятся на стекле в более глубокой плоскости (под мазком), и исчезают, если установить фокус на клетки (лейкоциты, эпителиальные клетки);
- использование плохо профильтрованного или длительно хранившегося раствора фуксина с начавшейся кристаллизацией;
- наличие микобактерий в иммерсионном масле, если иммерсионные линзы не были очищены после положительных препаратов или иммерсионное масло загрязнено микобактериями, если пипетка, которой оно наносится на мазок, случайно соприкасалась с положительным мазком;
- недостаточное обесцвечивание мазка, что может привести к сохранению красной окраски на некоторых некислотоустойчивых бактериях;
- волокна шерсти, хлопка, фильтровальной бумаги; обычно они встречаются как единичные находки, чаще всего в одном поле зрения;
- пыльца некоторых видов сосны, которая может обнаруживаться в виде редко встречающихся в препарате коротких кокковидных палочек.
3.6. Учет результатов микроскопического исследования при окраске по методу Ziehl-NeelsenКоличество кислотоустойчивых микобактерий (КУМ), обнаруживаемых при микроскопическом исследовании, является очень важным информационным показателем, так как оно характеризует степень эпидемической опасности больного и тяжесть заболевания. Поэтому микроскопическое исследование должно быть не только качественным, но и количественным. При использовании объектива 90x или 100x и окуляра 7x - 10x (общее увеличение - 630 - 1000x) целесообразна следующая градация результатов световой иммерсионной микроскопии (см. таблицу 3).
ГРАДАЦИЯ РЕЗУЛЬТАТОВ МИКРОСКОПИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ ПРИ ОКРАСКЕ ПО МЕТОДУ ZIEHL-NEELSEN
<*> Указать точное число найденных КУМ.
<**> Соответствие градаций:
Точное число - единичные КУМ в препарате;
1+ - единичные КУМ в поле зрения;
2+ - умеренное количество КУМ;
3+ - значительное количество КУМ.
Результаты микроскопического исследования отражаются в двух документах: в лабораторном регистрационном журнале учета микроскопических исследований и на бланках, на которых результаты исследования сообщаются в направившее материал лечебное учреждение.
3.7. Учет результатов микроскопического исследования при окраске флюорохромными красителямиМазки, окрашенные флюорохромными красителями, просматривают под значительно меньшим увеличением (обычно 250x - 630x), чем увеличение, используемое для просмотра мазков, окрашенных карболовым фуксином (1000x). В силу этого поле зрения, просматриваемое под люминесцентным микроскопом, имеет значительно большую площадь, чем поле зрения светового микроскопа. Таким образом, в ответе о результатах исследования мазка, окрашенного флюорохромами, при увеличении в 250 раз будет содержаться значительно больше бактерий, чем при исследовании этого же препарата, окрашенного по Ziehl-Neelsen и просмотренного при увеличении в 1000 раз. Чтобы уменьшить погрешность в ответах при использовании разных увеличений, предложено при исследовании и количественной оценке мазков, окрашенных флюорохромами, количество выявленных кислотоустойчивых бактерий делить на "фактор увеличения". Такой пересчет позволяет получить примерное количество микроорганизмов, которое можно увидеть в том же мазке при увеличении в 1000 раз с окраской по Ziehl-Neelsen (см. таблицу 4).
Таблица 4
СООТНОШЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ МИКРОСКОПИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ В ЗАВИСИМОСТИ ОТ МЕТОДА ОКРАСКИ И КРАТНОСТИ УВЕЛИЧЕНИЯ
Пересчет результатов микроскопического исследования с использованием "фактора увеличения" позволяет получать сравнимые в различных лабораториях результаты независимо от используемого метода окраски или степени увеличения.
Пример: Предположим, что при увеличении в 450 раз было выявлено 20 КУМ в 1 поле зрения. Если, в соответствии с таблицей, это число разделить на "фактор увеличения" 4, соответствующее число микобактерий, которое можно увидеть при увеличении в 1000 раз, будет 5 микобактерий в 1 поле зрения. Поэтому при выдаче результата следует указать "2+", а не "3+", как можно было бы оценить по первой колонке при выявлении 20 КУМ в 1 поле зрения.
Результаты исследования всех мазков должны регистрироваться в лабораторном журнале, который должен содержать следующую информацию:
- порядковый лабораторный номер;
- фамилия больного;
- пол;
- возраст;
- адрес больного;
- районный регистрационный номер больного;
- название медицинского учреждения, направившего материал на исследование;
- номер истории болезни;
- основание для проведения исследования (диагностика или мониторинг результатов химиотерапии);
- результат микроскопического исследования.
Положительные результаты исследования рекомендуется вписывать в журнал красными чернилами.
Затем на основании записей в лабораторном журнале необходимо подготовить индивидуальные ответы для каждого больного, используя специальные бланки ответов.
Ответ с результатами микроскопического исследования следует выдавать как можно быстрее, желательно - не позже чем через 24 часа после получения проб.
В бланке ответа на микроскопическое исследование должны содержаться следующие сведения:
- наименование учреждения исполнителя;
- наименование учреждения отправителя;
- материал;
- использованный метод окраски и микроскопии;
- среднее количество кислотоустойчивых микобактерий в мазке;
- выявление больших скоплений микроорганизмов, что может свидетельствовать о гораздо большем количестве бактерий, чем указано в заключении;
- дата исследования и фамилия сотрудника, проводившего анализ.
Результат следует отправлять в медицинское учреждение, приславшее пробы.
НИКОГДА НЕ ОГРАНИЧИВАЙТЕСЬ ВЫДАЧЕЙ РЕЗУЛЬТАТА ПАЦИЕНТУ!
3.8. Контроль качества микроскопических исследований для выявления кислотоустойчивых микобактерийВажным элементом обеспечения качества выполняемых исследований является регулярное осуществление внутрилабораторного контроля качества микроскопических исследований, который позволяет осуществлять эффективное и систематическое наблюдение за проводимой в лаборатории работой.
Контроль качества осуществляется на всех технологических этапах микроскопического исследования:
- оценки качества поступающих проб;
- контроля за соблюдением рецептуры и методики приготовления реагентов и красителей;
- правил и сроков хранения реагентов и красителей;
- наблюдения за неукоснительным соблюдением методических приемов при:
приготовлении мазков (включая качество предметных стекол);
окраске мазков;
проведении микроскопического исследования;
- регулярного контроля качества используемых химических реактивов и сроков хранения, исправности оборудования;
- периодического контроля результатов бактериоскопии;
- проверки правильности учета и регистрации результатов.
Кроме того, элементом внутрилабораторного контроля качества является проверка правильности:
- организации рабочих мест (приема и регистрации материала, приготовления и окраски мазков, микроскопирования);
- настройки оборудования;
- микроскопирования положительных и отрицательных контрольных образцов;
- своевременности и точности передачи результатов в учреждение, направившее материал для исследования.
Успех применения контроля качества обеспечивается:
- регулярным его применением в лабораторном подразделении;
- правильно обученными, заинтересованными и ответственными работниками;
- рациональным применением регламентированных методов;
- анализом допущенных ошибок и немедленным их исправлением.
Одной из форм обеспечения качества бактериоскопических исследований является использование в ряду клинических мазков двух дополнительных неокрашенных контрольных мазков, один из которых заведомо является положительным, а второй - отрицательным мазком. Просмотр мазков начинают с контрольных, затем просматривают клинические мазки.
Необходимо еженедельно и ежемесячно обобщать и анализировать полученные данные для определения процента положительных результатов и, по возможности, определять причины любых резких отклонений от средних показателей. При получении в процессе микроскопии подряд нескольких положительных результатов необходимо внимательно проанализировать причины этого.
ЗА ОБЕСПЕЧЕНИЕ КАЧЕСТВА ИССЛЕДОВАНИЙ НЕСУТ ОТВЕТСТВЕННОСТЬ ВСЕ СОТРУДНИКИ ЛАБОРАТОРИИ.
3.9. Организация и управление работой лаборатории. Общие правила безопасности при организации исследованийВ связи с высокой трансмиссивностью микобактерий туберкулеза и, как следствие, с высоким риском заболевания среди сотрудников микробиологических подразделений устройство лаборатории, расположение и организация рабочих мест должны предотвращать как развитие внутрибольничной туберкулезной инфекции, так и контаминацию рабочих мест, а также обеспечивать необходимые меры биологической безопасности при работе персонала с возбудителем туберкулеза, исключения физических и химических рисков при работе в лаборатории.
Необходимые мероприятия должны включать (см. раздел 3 настоящей Инструкции):
а) административные меры, предотвращающие распространение инфекционных аэрозолей из загрязненных зон в неинфицированные помещения лаборатории и лечебного учреждения в целом;
б) инженерные (проектные и технические) мероприятия, направленные на снижение концентрации инфекционных аэрозолей в воздухе (принудительная вентиляция, использование специализированных устройств обеззараживания воздуха);
в) меры персональной защиты персонала (защитные маски, респираторы, одежда, перчатки).
Во время работы двери в лабораторию должны быть закрыты. Расположение рабочих зон, оборудования и реагентов должно быть постоянным и логичным - в соответствии с последовательностью выполнения работы и соблюдением эпидемиологической цепочки. Рабочие помещения должны содержаться в чистоте и обеззараживаться бактерицидными лампами (не менее 40 минут перед началом работы и в конце рабочего дня). Столы должны протираться раствором соответствующего дезинфицирующего средства (например, 5% раствором хлорамина) <*> два раза в день - перед началом работы и после ее окончания. Эффективность ультрафиолетовых облучателей зависит от влажности и степени загрязненности воздуха и рабочих поверхностей, что необходимо учитывать при проведении санитарных гигиенических мероприятий в лаборатории.
<*> Дезинфицирующие средства, используемые в лабораториях в противотуберкулезных целях, содержат фенолы, гипохлориты, спирт, формальдегиды, йодофоры и глутаральдегиды. Тип дезинфицирующего вещества зависит от материала, подлежащего дезинфекции. Не следует пользоваться ароматизированными "антисептиками". Неверно распространенное мнение о том, что дезинфицирующие средства, эффективные против различных видов микроорганизмов, столь же эффективны и против микобактерий. Целый ряд распространенных дезинфектантов обладают незначительной или не обладают вовсе микобактерицидной активностью, а средства на основе четвертичного аммония неэффективны в рекомендуемых концентрациях. Перекиси водорода в низких концентрациях (менее 3% также мало эффективны в отношении микобактерий туберкулеза).
Помещения лаборатории должны быть удобными в расположении, не иметь порогов и функционально пригодными для предназначенных работ.
У каждого рабочего места должны быть вывешены методические инструкции по проведению выполняемых на этом месте рабочих процедур. Все манипуляции на каждом рабочем месте должны выполняться в строгом соответствии с инструкцией. Любые изменения вносятся в эти документы только по указанию заведующего лабораторией и должны быть завизированы его подписью с указанием даты изменения методики.
Все документы должны храниться в течение 2 лет.
В работе должны использоваться методы лабораторных исследований, которые регламентированы в нормативных документах и зарегистрированы в реестре Минздрава РФ.
Лабораторное оборудование
Оборудование должно полностью удовлетворять стандартным требованиям и спецификациям.
Технические паспорта всего оборудования и инструкции по применению оборудования и уходу за ним необходимо хранить в специальной папке.
Для обеспечения точности и правильности работы оборудование должно регулярно проверяться специалистом соответствующего профиля.
Для регистрации профилактических осмотров всего оборудования следует иметь отдельный журнал.
В случае возникновения неисправности в работе того или иного прибора работа на нем немедленно прекращается. И прибор консервируется до прихода специалиста по ремонту и эксплуатации данного прибора.
Правила хранения и эксплуатации микроскопов
Срок службы микроскопа рассчитан на 10 лет с учетом естественного старения. Микроскоп является точным и дорогостоящим прибором, поэтому требует очень бережного обращения как с механической его частью, так и с оптикой. При этом вовсе не обязательно знать устройство и работу микроскопа в деталях - этим должны заниматься профессионалы. Однако иметь представление о правилах настройки и работы с микроскопом и хранении необходимо работникам лаборатории.
Технические правила эксплуатации прилагаются к микроскопу.
Если микроскоп временно не используется, его следует хранить в футляре или накрывать пластиковым чехлом.
Повышенная влажность воздуха помещения может способствовать размножению на линзах плесневых грибов и появлению ржавчины на металлических частях прибора. Для снижения влажности воздуха в футляр микроскопа следует поместить чашку Петри с цветным силикагелем (имеет голубой цвет). Когда силикагель насытится влагой, его цвет изменится с голубого на розовый. В таком случае силикагель можно заменить новым или дегидратировать его в сухожаровом шкафу. После восстановления первоначального цвета силикагель можно использовать повторно.
Для удаления налета плесневых грибов с линз объектива используется тампон, смоченный в растворе противогрибкового препарата. При необходимости такую обработку можно повторить, а затем насухо протереть линзы специальной мягкой тканью. Линзы окуляров не протирают растворителями.
Нельзя хранить микроскоп поблизости от химических реактивов и кислот, а также в помещениях или местах с высокой влажностью.
При переноске микроскопа следует держать его двумя руками - за штатив и за основание. Нельзя переносить микроскоп, держа его только одной рукой. Следует избегать необоснованно частых передвижений микроскопа.
Микроскоп следует устанавливать на прочной ровной поверхности. В непосредственной близости от него нельзя устанавливать оборудование, вызывающее вибрацию (например, центрифуги).
Если микроскоп используется каждый день, желательно держать его на одном постоянном месте, накрывая после работы полиэтиленовым или пластиковым чехлом.
На линзах микроскопа от грязи или песчинок могут появиться царапины. Объективы и окуляры протираются только специальной мягкой тканью для линз или безворсовыми салфеткой или тампоном.
Не следует допускать попадания иммерсионного масла на предметный столик микроскопа. Во избежание контаминации мазков в процессе микроскопического исследования и получения ложноположительных результатов после просмотра каждого очередного препарата следует тщательно вытирать объектив от иммерсионного масла.
Необходимо следить, чтобы иммерсионное масло не попадало на неиспользуемые объективы, находящиеся в револьвере микроскопа. При случайном загрязнении необходимо сразу же тщательно их вытереть.
Нельзя разбирать микроскоп; в случае появления какой-либо неисправности ремонт должен производиться только специалистом.
Для сохранения микроскопа в рабочем состоянии необходимо соблюдать следующие правила:
После использования в течение рабочего дня необходимо:
- проверить фиксацию объективов в револьверном устройстве;
- удалить с помощью ксилола, спирто-эфирной смеси или 70° спирта масло с объектива, конденсора и предметного столика;
- несколько приподнять предметный столик, не допуская соприкосновения с ним объективов, но в то же время и не оставляя их на длительное время в верхнем положении;
- установить регулятор напряжения на минимальное значение;
- выключить источник света;
- накрыть микроскоп чехлом.
Так как основными загрязнителями оптической системы микроскопов и наиболее частой причиной их выхода из строя являются пыль и грибы, во внерабочем состоянии микроскоп всегда должен быть накрыт чехлом и храниться в сухом помещении.
Для сохранности иммерсионных объективов следует обратить особое внимание на правильное выполнение их очистки от остатков иммерсионного масла. Очистку объектива рекомендуется производить следующим образом:
- вывинтить объектив из револьверного устройства или установить его в положение, удобное для чистки;
- сухой салфеткой одним движением руки снять иммерсионное масло с передней линзы объектива;
- смочить другую салфетку в смеси спирта и эфира с таким расчетом, чтобы она была слегка увлажненной;
- аккуратно протереть линзу объектива; при сильном загрязнении операцию можно повторить, используя чистый вновь смоченный тампон;
- по окончании очистки линзу протирают сухим тампоном.
Операции очистки следует проводить очень аккуратно и осторожно; необходимо следить за степенью увлажненности салфетки; она должна быть слегка увлажнена растворителем.
Ежемесячно необходимо:
- удалить пыль с корпуса микроскопа специальной щеткой с подачей воздуха (простое устройство может быть сделано из пастеровской пипетки и прикрепленной к ней резиновой груши);
- очистить объективы, окуляры и конденсоры тампоном или кусочком специальной ткани, смоченной ксилолом, спирто-эфирной смесью или спиртом;
- снять с предметного столика препаратоводитель предметных стекол и очистить его;
- протереть влажной тканью отверстие источника света в основании микроскопа.
Через каждые 6 месяцев микроскоп должен подвергаться профилактическому осмотру, чистке и смазке, которые проводятся специалистом.
Исследуемый материал и бланки исследований
Микроскопическое исследование производится только при наличии письменного направления на исследование от уполномоченных лиц.
По устной просьбе, не подтвержденной получением соответствующих документов, исследования не проводятся.
Бланки направлений на исследование хранятся отдельно от полученного материала. Загрязненные бланки перед регистрацией в лабораторном журнале стерилизуются в сухожаровом шкафу или (при отсутствии шкафа) проглаживаются горячим утюгом.
Бланки направлений должны быть правильно оформлены, а каждая полученная проба диагностического материала правильно промаркирована. Не следует производить исследование безымянных проб или проб с неправильно оформленными направлениями.
При регистрации необходимо оценить качество пробы, чтобы отобрать и отделить пробы, содержащие слюну. Ответ может быть сформулирован следующим образом: "Поступившая проба похожа на слюну. Рекомендуется повторить сбор мокроты". Диагностический материал в виде слюны может быть исследован только при прямом назначении врача в исключительных случаях, когда другой диагностический материал не может быть собран.
Для сокращения затрат времени на оформление ответов можно использовать резиновые штампы со стандартными формулировками.
Протекшие или поврежденные флаконы с материалом следует немедленно удалить, подвергнуть автоклавированию и запросить новую (повторную) пробу.
На бланке направления на исследование необходимо отметить время доставки материала в лабораторию и фиксировать любые задержки в поступлении проб, что имеет особое значение при отрицательных результатах.
Следует указывать примерный объем полученной для исследования пробы мокроты.
Реактивы и красители
Все флаконы с реактивами и красителями заводского производства должны иметь отметку о дате получения и вскрытия заводской упаковки. Любые некачественные материалы следует специально помечать и немедленно удалять из лаборатории.
В лаборатории или на складе следует иметь запас реактивов и расходных материалов на 6 месяцев работы.
Необходимо регулярно контролировать сроки годности препаратов и реактивов и обновлять запасы, чтобы не было материалов с истекшим сроком хранения.
Окрашивание и исследование мазка
При окраске мазков не следует помещать на штатив ("рельсы") и окрашивать одновременно более 12 стекол. Соприкосновение стекол боковыми краями может привести к переносу краски и микобактерий с одного стекла на соседние.
В процессе окраски мазков при их промывании проточной водой не следует пользоваться резиновыми трубками или наконечниками для направления струи воды на препарат. В окружающей среде и водопроводной воде содержится значительное количество кислотоустойчивых сапрофитов, которые легко размножаются на резиновых поверхностях в условиях повышенной влажности. Во время промывания мазков при прохождении струи воды через загрязненные микобактериями резиновые трубки или наконечники микобактерии могут попасть на препарат и обусловить ложноположительный результат анализа.
В число исследуемых мазков, подлежащих окрашиванию, необходимо ежедневно включать контрольные неокрашенные положительный и отрицательный препараты. Вначале микроскопируют контрольные мазки, а затем - мазки от больных.
Окрашенные для исследования мазки непригодны, если:
При окраске карболовым фуксином:
- в положительном контрольном мазке микобактерии не окрашены в красный цвет;
- в отрицательном контрольном мазке после обесцвечивания видны красные клетки;
- не произошло достаточного обесцвечивания фона.
При окраске флюорохромными красителями:
- отрицательные контрольные мазки дают флюоресцирующее свечение;
- в положительных контрольных мазках не обнаруживаются светящиеся микобактерии или они дают тусклую флюоресценцию;
- фон недостаточно обесцветился или имеет флюоресцентное свечение.
По окончании микроскопического исследования необходимо:
- с помощью ксилола, спирт-эфирной смеси или спирта удалить с препарата иммерсионное масло и поместить препараты в отдельные коробки, где они сохраняются для последующего проведения внешнего контроля качества или перепроверки результата микроскопии;
- не следует очищать стекло слишком энергично, чтобы не повредить препарат и не удалить с него краску;
- все положительные и отрицательные мазки необходимо укладывать в отдельные коробки для сохранения в том порядке, в котором проводилось исследование, чтобы в дальнейшем можно было провести внешний контроль качества в соответствии с установленным порядком.
Выдача ответов и администрирование
Результаты микроскопического исследования следует передавать в медицинское учреждение или непосредственно врачу, направившему материал на исследование.
Результаты бактериоскопии следует отсылать как можно быстрее - желательно в течение 24 часов с момента получения проб мокроты.
Необходимо еженедельно и ежемесячно обобщать и анализировать полученные данные для ведения статистики исследований.